Культура тканей в цветоводстве

     Луковицы, корневища и клубни в состоянии  покоя непригодны, перед введением  в культуру их предварительно обрабатывают высокими или низкими температурами. Способность к размножению также детерминирована генетически. Например, земляника размножается всеми способами, облепиха – ни одним, хотя в природе черенкуется. Двудольные обладают большей регенерационной способностью, чем однодольные и древесные[38].

     При выборе экспланта необходимо учитывать  его возраст, строение и происхождение. Для обеспечения максимальной стабильности клонируемого материала, во избежание появления аномальных растений в качестве экспланта желательно использовать молодые, слабодифференцированные ткани. Кроме того, экспланты от ювенильных растений лучше укореняются, чем от зрелых, особенно это касается древесных пород. Лучше всего использовать кончики стеблей, пазушные почки, зародыши, молодые листья, черенки, соцветия, чешую луковиц, то есть экспланты, содержащие меристемы[39]. Опыты с эмбрионами кукурузы, проведенные Грином и Филипсом в 1975 году, показали, что при извлечении эмбрионов из зрелых семян они образуют каллус и корни. Если же изолировать их через 2 – 3 недели после опыления, то образуются и каллус, и растения[40]. Вероятно, это связано с разворачиванием генетической программы в онтогенезе растения. Следует отметить, что не всегда молодые ткани являются удачным объектом для размножения. У эхеверии на эксплантах из молодых листьев возникают только корни, из старых – только побеги, из средних по возрасту – и побеги, и корни. Чем меньше размер экспланта, тем меньше его регенерационная способность. С другой стороны, в крупном экспланте увеличивается возможность появления в его клетках вирусов и других патогенов, что препятствует оздоровлению тканей[39].

     Длительность  культивирования также влияет на эффективность микроразмножения. Физиологическое состояние экспланта меняется в течение пассажей, при длительном культивировании частота укореняемости побегов возрастает. Возможно, что при этом эксплант приобретает признаки ювенильности, что ведет к повышению его морфогенетического потенциала[38]. 
 

     2.2  Влияние экзогенных факторов

     В зависимости от вида растений необходимо испытывать как твердые, так и  жидкие питательные среды. Иногда жидкие среды имеют преимущество, так как обеспечивают большую подвижность трофических элементов. Например, при размножении роз более успешным было культивирование побегов на двухслойной питательной среде: нижний слой –

агаризованный, верхний – жидкий. На эффективность  размножения могут также влиять расположение экспланта (горизонтальное или вертикальное), тип пробок (ватные, пластмассовые, стеклянные, металлические и т.д.), а также соотношение объема эксплантов и количества питательной среды для оптимального освещения и газообмена эксплантов.

     Состав  питательной среды необходимо подбирать  для каждого вида растений. На клональное микроразмножение влияют гормоны, минеральные соли, витамины и углеводы[38].

     Многие  исследователи отмечают, что у  растений на средах, содержащих только ауксины, наблюдается ингибирование  роста побега в длину и его  ветвление. Необходимо преодолеть нежелательные  последствия ингибирования в  процессе корнеобразования для более  успешной последующей адаптации  растений к нестерильным условиям. Добавление цитокинина в питательную  среду практически не оказывает  влияния на укореняемость, количество и длину корней, в то же время  наблюдается существенное увеличение прироста побега. Необходимо отметить, что для сирени, в соответствии с ее биологическими особенностями, усиление роста надземной системы  является важным моментом в системе  микроразмножения. Во всех вариантах  комбинированного использования ауксинов и цитокининов наблюдается рост побегов в длину. Несмотря на то, что в целом при комбинированном  использовании регуляторов роста  укореняемость растений и среднее  количество корней несколько ниже, чем с чистыми ауксинами, для  адаптации растений лучшим вариантом  является сочетание ауксинов с цитокининами[41].

При микроразмножении in vitro часто используют среды Мурасиге и Скуга, Линсмайера и Скуга, Шенка и Хильдебрандта, Нича, Гамборга, Хеллера и другие. Обычно используют среду Мурасиге–Скуга (MS), которая содержит много неорганического азота, что стимулирует процессы органогенеза и соматического эмбриогенеза. Вопрос оптимального соотношения NH4 : NO3 остается открытым, так как литературные данные весьма противоречивы и универсального рецепта для всех видов растений нет. В качестве источника углеродного питания используют различные углеводы типа сахарозы, глюкозы, фруктозы, галактозы. Разные культуры требуют различной концентрации углеводов на разных этапах клонального микроразмножения.  Так например, ип и концентрация углеводов оказывала значительное влияние на созревание и прорастание соматических зародышей европейского каштана. Оптимальным оказалось содержание в среде 6 % сахарозы, 3 и 6 % мальтозы[43].

     К физическим факторам выращивания относятся  температура и условия освещения[38].

     Действие  света на растения зависит от трех очевидных факторов, которые следует  учитывать во всех исследованиях  с применением излучения —  это интенсивность, длительность и  качество освещения[42]. На первых двух этапах освещенность колеблется от 1000 до 3000 Лк, фотопериод 14 – 16 часов, но эти параметры зависят от культуры. Высокая интенсивность света может вызывать хлорозы и задерживать развитие, но при переносе в почву эти растения чувствуют себя лучше и растут энергичнее. Установлено, что при отсутствии освещения частота эмбриогенеза па- пайи возрастала при культивировании каллюса, полученного из гипокотиля [44]. Вместе с тем отсутствие освещения способствовало образованию соматических зародышей фейхоа, однако для созревания и развития эмбриоиды помещали в культуральную комнату с интенсивно стью освещения 40 мкМ/(м2 · с) и фотопериодом 16 ч [45].Спектральный состав также играет немаловажную роль. Некоторые исследователи указывают на синий свет как основной компонент морфогенеза. Красный свет стимулирует образование почек у табака, у салата – образование побегов, у березы – укоренение. В некоторых работах показано, что синий свет усиливает закладку вегетативных почек у побегов табака в условиях in vitro , а красный стимулирует развитие цветочных почек. Однако при добавлении цитокининов и ауксинов в различной концентрации соотношение процессов дифференциации цветочных и вегетативных почек меняется, в некоторых случаях наблюдается даже противоположный эффект. Показан наибольший выход морфогенных каллусов пшеницы, формирующих растения и побеги, отмечен на зеленом свету. Важное значение играет также сочетание спектрального состава

света и гормональных факторов среды.

     Температура культивирования обычно варьирует в интервале 22 – 26⁰С днем и 18 –22⁰С ночью. В некоторых случаях понижение температуры ведет к повышению эффективности размножения. Для повышения коэффициента размножения необходимо каждому виду с учетом его естественного ареала произрастания подбирать индивидуальные условия культивирования. Относительная влажность воздуха – 65 – 70%[38]. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

      Заключение 

     В цветоводстве всего мира в настоящее  время наиболее перспективным методом  размножения цветов считается метод  in vitro. Главным при этом остается выбор питательной среды, подходящей данному виду, и оптимальное соотношение регуляторов роста. Следует так же обратить внимание и на такие факторы как свет, его интенсивность, фотопериод, температура, содержание витаминов, углеводов, вид экспланта и т.д. Необходимо правильно подобрать соотношение всех этих элементов, для достижения наилучших результатов. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

Список  использованных источников

1. « Промышленное цветоводство»,Л.В.Висящева, Т.А.Соколова. 2010.
2. Хасси Г. Размножение сельскохозяйственных культур in vitro. Биотехнология сельскохозяйственных растений. М. 1987.
3. Сидорович Е.А., Кутас Е.Н. клональное микроразмножение

Новых плодово-ягодных растений. Минск, 1996.

4. Мауриня  З.Ф., Штраусе С.З, Жола И.Я. Размножение  гиацинтов при помощи культуры тканина разных этапах периода покоя луковиц. Культура клеток растений и биотехнология. М. 1986.
5. Васкез А.М., Девей М.Р., Шорт К.С. Органогенез в культуре Saintpaulia ionanta. М. 1980.
6. Кукульчанка К., Климашевская К., Плата Х. Регенерация целых растений Peperomia scandes из различных частей листьев in vitro. М. 1980.
7. Шувцова Г.Г., Коев Г.В.  Морфогенез хризантемы в культуре in vitro.  г. Новосибирск 1988.
8. Носырева  М.В., Вечернина Н.А., Таварткиладзе О.К. Регенерация и размножение растения бегония in vitro.
9. http://www.lplod.ru/info/links.htm
10. Баранова М.В. Лилии. – Л.: Агропромиздат, 1990. – 384 с.
11. Мосин О.В. Фитобиотехнология и ее прикладные аспекты.
12. Skolmen R.G. Acacia (Acacia koa Gray) // Biotechnology in Agriculture and Forestry. Trees

/ Ed. Y.P.S. Bajaj. — Vol. 1. — Berlin: Springer Verlag, 1986.   P. 375—384.

13. Jorgensen J. Somatic embryogenesis in Aesculus hippocastanum L. by culture of filament callus // J. Plant Physiol. — 1989. — 135. — P. 240—241.
14. Kiss J., Heszky L.E., Kiss E., Gyulai G. High efficiency adventive embryogenesis in somatic embryos of anther, filament, and immature proembryo origin in horsechestnut (Aesculus hippocastanum L.) tissue culture // Plant Cell, Tissue, Organ Cult. — 1992. — 30, N 1. — P. 59—64.
15. Tomar U.K., Gupta S.C. Somatic embryogenesis and organogenesis in callus cultures of a tree legume — Albizia richardiana King. // Plant Cell Rep. — 1988. — 7. — P. 70—73.
16. Corredoira E., Ballester A., Vieitez A.M. Proliferation, maturation and germination of Castanea sativa Mill. somatic embryos originated from leaf explants // Ann. Bot. — 2003. — 92. —P. 129—136.
17. Gosal S.S., Gill M.I.S., Grewal H.S. Somatic embryogenesis in Citrus species // Somatic Embryogenesis in Woody Plants. Angiosperms / Eds. S.M. Jain, P.K. Gupta, R.J. Newton. — Vol. 2. — Netherlands; Dordrecht: Kluwer Acad. Publ., 1995. — P. 1—21.
18. Branton R.L., Blake J. Development of organized structures in callus derived from explants of Cocos nucifera L. // Ann. Bot. — 1983. — 52. — P. 673—678.
19. Muralidharan E.M., Mascarenhas A.F. Somatic embryogenesis in Eucalyptus // Somatic Embryogenesis in Woody Plants. Angiosperms / Eds. S.M. Jain, P.K. Gupta, R.J. Newton. — Vol. 2. — Netherlands, Dordrecht: Kluwer Acad. Publ., 1995. — P. 23—40.
20. Cruz G.S., Canhoto J.M., Abreu M.A.V. Somatic embryogenesis and plant regeneration from zygotic embryos of Feijoa sellowiana Berg. // Plant Sci. — 1990. — 66, N 2. — P. 263—270.
21. Dal Vesco L.L., Guerra M.P. The effectiveness of nitrogen sources in Feijoa somatic embryogenesis // Plant Cell, Tissue, Organ Cult. — 2001. — 64. — P. 19—25.
22. Pijut P.M. Somatic embryogenesis in butternut, Juglans cinerea // Can. J. For. Res. — 1993. — 23. — P. 835—838.
23. Breton Ch.,Cornu D., Chriqui D. et al. Somatic embryogenesis, micropropagation and plant regeneration of «Early Mature» walnut treees (Juglans regia) that flower in vitro // Tree Physiol. — 2004. — 24. — P. 425—435.
24. Merkle S.A., Sommer H.E. Somatic embryogenesis in tissue cultures of Liriodendron tulipifrea // Can. J. For. Res. — 1986. — 16. — P. 420—422.
25.        Бутенко Р.Г. Клеточные технологии в сельскохозяйственной науке и практике //Основы сельскохозяйственной биотехнологии. М., 1990. С. 154-235.
26. Бунцевич Л.Л., Киселева Г.К., Денисенко Ю.А.,

Дьяконова А.М. ОЗДОРОВЛЕНИЕ И СЕЛЕКЦИЯ РАСТЕНИЙ IN VITRO, ВИРУСОЛОГИЧЕСКИЙ МОНИТОРИНГ НАСАЖДЕНИЙ. г.Краснодар. УДК 634.1:573.6

27. Уайт Ф.Р. Культура растительных тканей. – М.: Иностранная литература, 1949. 160 с
28. Атанасов А.И. Биотехнология в растениеводстве. – Новосибирск: ИЦ и ГСО РАН, 1993. – 241 с
29. Осипова Е.Ю. Технология размножения гладиолуса in vitro // «Генетика, селекция и биотехнология»: 61-я студ. науч. конф. – М.: РГАУ-МСХА им. К.А. Тимирязева, 2008. – С. 54-55.
30. Митрофанова О.В. Чирков С.Н., Лесникова-Седошенко Н.П. Вирусные болезни косточковых плодовых культур и биотехнологические системы оздоровления растений // Биология клеток растений in vitro и биотехнология – Тезисы: IX межд. конф. – М.: ИД ФБК-ПРЕСС, 2008. С. 254-255.
31. Митрофанова О.В., Митрофанова И.В., Чирков С.Н., Ежов В.Н., Лесникова- Седошенко Н.П. Биотехнологические системы диагностики вируса шарки сливы (Plum pox virus) и отбора толерантных сортов косточковых плодовых культур // Актуальные проблемы прикладной генетики и биотехнологии растений: Труды Никит. ботан. сада. – Т.131. – Ялта, 2009. – С. 94-102.
32. И.А. Маркова. СОВРЕМЕННЫЕ ПРОБЛЕМЫ ЛЕСОВЫРАЩИВАНИЯ (Лесокультурное производство), Санкт-Петербург, 2008. – C 54-56.
33. БАРАБИН А.И. Генетика: учеб. пособие - Архангельск: Северный (Арктический) федеральный университет, 2010. - 116 с.
34. Рындин А.В., Кравцов И.А., Монхо В.С. состояние и перспективы селекционных исследований по субтропическим и цветочным культурам на юге России. Мат. науч.-практ. Конф. «Инновационные подходы в селекции цветочно-декоративных, субтропических и плодовых культур». Сочи, 2005: 3-19.
35. Вечернина Н.А., Таврткиладзе О.К., Клементьева Л.А. и др. Особенности регенерации и размножения растений рода Iris (Irididacea) in vitro. Растительные ресурсы, 2004, 40(4): 56-64.
36. Атанасов А.И. Биотехнология в растениеводстве. Новосибирск, 1993. 242 с.
37. Ефимов П.Г. Сохранение орхидных (orchidaceae juss.) Как одна из задач охраны биоразнообразия. Санкт-Петербург, 2010: 9с.
38. ФИЛИАЛ МГУ В Г. ПУЩИНО БИОЛОГИЧЕСКИЙ ФАКУЛЬТЕТ. ПРАКТИКУМ ПО ФИЗИОЛОГИИ РАСТЕНИЙ. Пущино-2007.: 4 с.
39. МарковаИ.А, СОВРЕМЕННЫЕ ПРОБЛЕМЫ ЛЕСОВЫРАЩИВАНИя. Санкт-Петербург,2008.: 40-45 с.
40. Коростелева Н.И. Биотехнология: учебное пособие / Н.И. Коростелева, Т.В. Громова, И.Г. Жукова. Барнаул: Изд-во АГАУ, 2006. 127 с.
41. Крючкова В.А., Мамонов Е.В., Деменко В.И. Взаимосвязь между гормональным составом питательной среды при укоренении сирени in vitro и последующей адаптацией к нестерильным условиям. УДК 635.9:582.931.4:631.533.3
42. Salajova Т., Erdelsky К. Growth characteristic of norway spruce tissue cultures in dependence on light / Folia dendrol. - 1989. - № 6. - P. 345-363.
43. Corredoira E., Ballester A., Vieitez A.M. Proliferation, maturation and germination of Castaneasativa Mill. somatic embryos originated from leaf explants // Ann. Bot. — 2003. — 92. — P. 129—136.